Дипломная работа: Разработка условий оптимизации процесса амплификации ДНК
3.5 Электрофоретическое разделение нуклеиновых кислот в образцах ПЦР-смеси после амплификации
Выводы
Заключение
Список литературы
Введение.
С возникновением принципиально новых направлений в науке, в клинической диагностике успешно начали применяться методы ДНК-технологий среди которых, безусловно, первое место занимают полимеразная цепная реакция (ПЦР). Не менее мощным и уникальным по своим характеристикам методом является анализ с использованием биологических микрочипов. Этот метод появился сравнительно недавно, но уже интенсивно применяется в практике.
В основе всех ДНК-технологий, лежат процессы амплификации и регистрации молекул ДНК.
Оптимизация условий данных процессов позволит увеличить производительность, снизить стоимость анализа и повысить его качество. Одним из возможных путей решения этого вопроса является объединение в единую технологическую схему современных подходов в детекции ДНК.
В настоящее время возможные применения подобных схем находятся на стадии разработки в ряде зарубежных лабораторий. Наиболее вероятным направлением ближайшего их применения является молекулярная диагностика наследственных заболеваний и другие практические приложения, основанные на выявлении однонуклеотидных полиморфизмов последовательностей ДНК человека.
Цель работы – это попытка создать модель диагностической системы за счет объединения преимуществ двух методов – количественного вида ПЦР – RealTime и биочипового анализа, в связи с чем были поставлены следующие задачи : изготовление микропланшетов с лунками, общий объем которых не должен превышать 2мкл (в настоящее время используются микроплашки с лунками, рассчитанные на 200 мкл), перевод реакции в формат микрочипа и отработка условий ПЦР в микрообъеме (обычно ПЦР ставят в объеме 20-30 мкл,в формате биочипа общий объем реакционной смеси не должен превышать 1-2 мкл).
Работа выполнялась на базе лаборатории клеточной инженерии Института Теоретической и Экспериментальной Биофизики РАН, г. Пущино.
Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1. RealTime ПЦР
Принцип метода полимеразной цепной реакции был разработан Кэри Мюллисом в 1983 г. Первые сообщения по практическому применению метода появились в 1985 г.[18] С тех пор количество публикаций, где ПЦР используется в качестве одного из методов исследования, занимает одно из первых мест наряду с работами, в которых применяются автоматическое определение нуклеотидной последовательности (сиквенирование ДНК) и гибридизационные технологии.[7]Существует большое количество способов получить данные о концентрации нуклеиновых кислот в пробе методом ПЦР, но все они требуют дополнительных трудоемких этапов работы, связанных с предварительной раститровкой выделенной из анализируемой пробы ДНК, или полученных в ходе ПЦР ампликонов, что приводит к увеличению времени, необходимого для постановки анализа и сложности интерпретации полученных результатов [12,15]. Также, наличие дополнительных этапов работы увеличивает вероятность ошибки и получения недостоверного результата.
На сегодня существует метод, лишенный вышеперечисленных недостатков - это метод ПЦР в реальном времени (Real-Time PCR) [14]. Сущность метода заключается в исследовании накопления продуктов амплификации с помощью специального прибора без последующего электрофореза. Так как кинетика накопления продуктов амплификации связана с исходным количеством матрицы, это дает возможность точно оценить её количество [13].
Отличительными чертами данного метода, в отличие от классической ПЦР, является возможность количественного определения ДНК/РНК инфекционных агентов в исследуемом материале, отсутствие стадии электрофореза, менее строгие требования к организации ПЦР-лаборатории и автоматическая регистрация и интерпретация полученных результатов.
Отсутствие стадии электрофореза позволяет минимизировать риск контаминации продуктами ПЦР и таким образом резко уменьшить число ложноположительных результатов. Поскольку регистрация результатов проводится непосредственно в процессе ПЦР, весь анализ можно проводить в одной-двух комнатах лаборатории и нет необходимости в отдельном помещении для детекции продуктов реакции.
Использование математических методов анализа позволяет проводить автоматическую интерпретацию полученных результатов и снимает проблему субъективной оценки электрофореграмм.
1.1.1. Виды RealTime ПЦР
Для выявления продуктов амплификации в режиме реального времени используют следующие наиболее распространенные подходы.
Выщепление 5' концевой метки (TaqMan Assay).
Данная методика основана на использовании 5'-экзонуклеазной активности полимеразы. В реакционную смесь добавляют ДНК-зонды, в состав которых входит флуоресцентная метка в 5'-положении и гаситель флуоресценции в 3'-положении, а также фосфатная группа в 3'-положении. Эти зонды имеют места посадки внутри амплифицируемой области. Гаситель поглощает испускаемое флуоресцентной меткой излучение, а фосфатная группа в 3'-положении блокирует полимеразу (Рис. 1) В ходе ПЦР во время стадии отжига праймеров происходит присоединение ДНК-зонда к комплементарной цепи ДНК, причем чем больше продуктов амплификации образуется в ходе ПЦР, тем больше молекул зондов свяжется с соответствующими ампликонами. Во время стадии элонгации полимераза синтезирует комплементарную цепь ДНК и при достижении зонда начинает его расщеплять благодаря наличию 5'-экзонуклеазной активности. Таким образом происходит разъединение флуоресцентной метки и гасителя, что приводит к увеличению детектируемого свечения [13]. Очевидно, что чем больше ампликонов было наработано в ходе ПЦР на данный момент времени, тем интенсивнее будет свечение[19].
Рис. 1 . Схема ПЦР в реальном времени с использованием зонда TaqMan.[7]
С помощью серийных разведений образцов ДНК определили чувствительность системы ПЦР в реальном времени, которая в обсуждаемой модели позволяла обнаруживать 0,28 нг (приблизительно 20 копий ) ДНК в пробе[8]
Использование зондов с комплементарными концевыми последовательностями (molecular beacons).
Данная методика отличается от описанной выше тем, что концевые последовательности зонда представляют собой взаимно комплементарные области, поэтому при температуре отжига праймеров они схлопываются и образуют шпильки [16](Рис. 2). Внутренняя область зондов содержит нуклеотидную последовательность, комплементарную амплифицируемой области. При отжиге праймеров зонды, не присоединившиеся к ДНК матрице, остаются в "схлопнутом" состоянии, так что происходит тушение флуоресценции.
Те же зонды, которые отжигаются на матрицу, разворачиваются, и флуоресцентная метка и гаситель расходятся в разные стороны. Таким образом, увеличивается интенсивность свечения. Системы ПЦР в реальном времени, основанные на Использовании зондов с комплементарными концевыми последовательностями, обладают гораздо большей специфичностью чем система TaqMan, и позволяет обнаруживать одиночные замены нуклеотидов в ДНК.[8]
Применение 2-х зондов с резонансным переносом энергии (Fluorescentresonanceenergytransfer - FRET).
Данный способ детекции накопления продуктов амплификации отличается повышенной специфичностью, так как увеличение флуоресценции происходит при комплементарном связывании с ампликонами сразу 2-х ДНК зондов [11] (Рис 3). Принцип метода заключается в переносе энергии от одного флуорофора, находящегося на 3` конце первого зонда, ко второму флуорофору, находящемуся на 5` конце второго зонда, причем расстояние между флуорофорами составляет 1-3 нуклеотида.
Рис. 3. Схема ПЦР в реальном времени с использованием зондов FRET[7].
При одновременном связывании обоих зондов с ДНК матрицей испускаемое первым флуорофором излучение передается на второй флуорофор, а его излучение детектируется прибором. Таким образом, возрастает специфичность анализа.